Instytut Paleobiologii PAN, Twarda 51/55, 00-818 Warszawa

Nieczęsto się zdarza, by skamienialosci wystepowały w nieskonsolidowanym osadzie lub zostały z niego wydobyte przez czynniki naturalne. Zazwyczaj tkwią wewnątrz twardej skaly. Poznanie ich morfologii wymaga przynajmniej częściowego usunięcia skały, czyli wypreparowania skamieniałości. Aby preparacja przebiegala sprawnie, nalezy wczesniej ustalić metodykę pracy i przygotowac odpowiedni zestaw narzedzi. W tym rozdziale omówione zostana rózne narzedzia i techniki preparacji. Niezaleznie od tego, które z nich sie stosuje, nieslychanie wazna jest skrupulatnosc, cierpliwosc i starannosc. Trzeba pamietac, ze elementy, które dzis wydaja sie malo wazne moga kiedyś nabrac kluczowego znaczenia dla przyszłych badaczy.

Narzedzia i srodki stosowane przy preparacji

Igly, skrobaki, rylce i mlotki
Igly i dlutka sa podstawowymi narzedziami w preparatyce manualnej. Dlugosć igly preparacyjnej uderzanej młotkiem powinna wynosic okolo 10 cm. Mozna uzywac zwyklego mlotka stolarskiego o masie 150-200 g lub specjalistycznych mlotków grawerskich o róznych koncówkach i masach. Aby praca byla efektywna, dobrze jest miec zestaw igiel o róznych ksztaltach ostrzy. Dobrym materiałem do wykonania róznego rodzaju igiel są duze igly szewskie. Sa stosunkowo dlugie, wiec z jednej mozna zrobic dwie igly preparacyjne.
Jesli skamieniałosc jest bardzo krucha, preparacja igla uderzaną mlotkiem moze okazac sie metoda zbyt brutalna. Dobrze jest wtedy stosowac igly i rylce osadzone w róznego rodzaju obsadkach. Takie narzedzie mozna dobrze uchwycic i preparowac delikatnie zeskrobujac skale. Przy preparacji delikatnych i drobnych elementów stosuje sie igly zaostrzone stozkowato, lub zwykle igly do szycia, osadzone w uchwytach igiel preparacyjnych używanych przez anatomów. Najczesciej jednak uzywa sie koncówek w postaci dlutka o szerokosci 1 mm. Przydatne są tez wezsze i szersze koncówki.
Cala game tego typu narzedzi oferuja sklepy z wyposazeniem pracowni jubilerskich i szewskich. Jubilerzy uzywaja tez bardzo ostrych skrobaków o koncówce w kształcie ostroslupu. Maja one trzy krawedzie, którymi wygodnie preparuje sie plaskie powierzchnie kosci, a takze usuwa nadmiar kleju uzytego przy wyjmowaniu kosci ze skaly. Niektórzy preparatorzy chwala sobie róznego rodzaju szpatulki dentystyczne.

Pily i cazki
Czesto zdarza sie, ze preparowana skamienialosc znajduje sie w duzym bloku skalnym. Przed przystapieniem do wlasciwej preparacji dobrze jest usunac nadmiar skaly. Bardzo ryzykowne sa próby rozlupania takiego bloku na duze części. Wskazane jest raczej stopniowe odlupywanie malych fragmentów mlotkiem, badz obcegami, a w przypadku skal stosunkowo miekkich odpilowanie zbytecznego fragmentu pilka do metalu.

Narzedzia elektryczne
Coraz wiecej urządzeń elektrycznych zastepuje narzedzia manualne. Duza popularnoscia ciesza sie mini-mlotki pneumatyczne, grawerki i mini-wiertarki. Wieksze pracownie posiadaja takze piaskownice (sandblastery). Beda one omówione w dalszej czesci tego opracowania.

Poduszka preparatorska
Przy preparacji wazne jest stabilne ustawienie bloku, w którym pracujemy. Stosuje sie do tego poduszki preparatorskie. Sa one szczególnie uzyteczne gdy duza i krucha skamieniałosc oczyszczana jest z niewielkiej ilosci skaly. Musi ona byc mocno ustawiona i jednoczesnie opierac sie cala dolna powierzchnia o podloze. W przeciwnym wypadku naprezenia doprowadza do rozpadniecie sie okazu. Poduszki preparacyjne mozna wykonac zszywajac dwie warstwy brezentu, który nastepnie wypelniamy piaskiem (nie do pełna). Wielkosc poduszki dostosowuje się do wielkosci preparowanych elementów. Poniewaz czasami wygodnie jest oprzec okaz na kilku poduszkach, dobrze miec zestaw róznej wielkosci poduszek. Podczas pracy mozna górna powierzchnie poduszki zmoczyc woda aby byla bardziej zwarta i by nie pyliła.

Szczotki, pedzelki i pincety
Szczotki przydaja sie do mycia przywiezionych z terenu okazów i do usuwania drobnych czastek stosunkowo luznych lub miekkich skal. Jesli preparacja wspomagana jest przez rozpuszczanie skaly kwasem, konieczne sa szczotki o wlosiu z tworzyw sztucznych. Mozna uzywac dostepnych w handlu malych szczotek, lub szczoteczki do zebów. Wygodne sa tez szczoteczki stosowane przez grawerów.
Do przenoszenia drobnych elementów stosuje sie najciensze pedzelki. Male czastki same "przyklejaja sie" do ich zwilzonego wlosia. Wieksze elementy wygodnie jest przenosic za pomoca pincet zegarmistrzowskich lub jubilerskich z zaostrzonymi koncówkami.

Kleje
Zdarza sie, ze w trakcie preparacji mechanicznej uszkodzimy preparowana skamienialosc. Niekiedy moze odlamac sie czesc juz wypreparowanego okazu. Bywa, ze znajdujemy okaz jako pokruszony. W takich wypadkach do polaczenia oddzielonych elementów uzywamy kleju. Dzisiaj w sprzedazy jest bardzo wiele dobrych klejów. Wielu paleontologów stosuje kleje cyjanoakrylowe, które sa dostepne pod róznymi nazwami, np. Cyjanopan, Super Glue, Paleobond. Maja tez rózne gestosci. Kleje te bardzo dobrze sprawdzaja sie w terenie, poniewaz szybko wysychaja nawet przy duzej wilgotnosci skały. Sa to mocne kleje usuwalne przy pomocy acetonu. Ich wada jest to, ze sa szkodliwe dla zdrowia. Równie dobrym klejem, a o wiele zdrowszym niz cyjanoakrylowe jest wikol. Klej ten mozna rozcienczac woda. Poniewaz ma on niewielkie napiecie powierzchniowe, jako bardzo rozcienczony doskonale nadaje sie do nasaczania popekanych elementów, natomiast zageszczony skutecznie wypelnia ubytki i szczeliny. Kolejna jego zaleta jest to ze po zaschnieciu rozpuszcza sie w wodzie, co umozliwia rozlaczenie zle sklejonych elementów.

Procedura usuwania skaly

Metody manualne
Przed przystapieniem do preparacji nalezy stabilnie ustawic okaz. W tym celu wciskamy go mocno w jedna lub kilka poduszek preparatorskich tak, by miejsce przylozenia narzedzia znajdowalo sie na górze, a usuwany kawalek skaly z lewej strony preparujacego. Nastepnie skrapiamy poduszke woda. Igle chwytamy lewa dlonia tak, by koncówka byla oddalona o dwa centymetry od dloni. Zaciskamy ja mocno czterema palcami lub najmniejszy palec podkladamy pod igle. Kciuk opieramy badz o tepy koniec igly, zapewniajac pewniejszy uchwyt, badz ustawiamy przy palcu wskazujacym. Aby uniknac zmeczenia przedramie opieramy o blat stolu, a dlon o poduszke lub okaz. Ustawiwszy koniec narzedzia na odpowiednim miejscu, uderzamy mlotkiem w tepy koniec igly. Przy precyzyjnej preparacji dobrze jest chwycic igle tylko opuszkami palców i delikatnie uderzac mlotkiem. Bardzo wazne jest ustawienie igly pod wlasciwym katem. Zawsze powienien byc to kat rozwarty wzgledem plaszczyzny oczekiwanego pekniecia. Nalezy unikac takiego ustawienia igly, przy którym miedzy igla a preparowaną powierzchnia powstanie kat prosty. Naraza to caly okaz na pokruszenie. Obok wlasciwego ustawienia wazny jest takze odpowiedni kierunek preparacji wzgledem skamienialosci.
Dobrze jest znać morfologie preparowanego okazu. W oparciu o taką wiedzę rozpoczyna się preparacje w pewnej odleglosci od przewidywanego położenia krawędzi okazu, stopniowo sie do niego zblizajac. Warstwe skaly stykajaca sie ze skamienialoscia usuwamy szczególnie ostroznie. Narzedzie nalezy ustawic w ten sposób, by po odkruszeniu fragmentu skaly nie porysowalo ono okazu. Najlepiej wiec ustawic je równolegle do powierzchni skamienialosci w niewielkiej od niej odleglosci. Jesli nie znamy ksztaltu skamienialosci, wypada rozpoczać preparacje od widocznego jej brzegu, stopniowo odslaniajac coraz wieksza powierzchnie.
Inne metody stosujemy przy preparacji wyjatkowo malych obiektów. Przy preparowaniu delikatnych okazów stosujemy róznego rodzaju igly, dlutka i skrobaki osadzone w odpowiednich uchwytach. Obejmujac je cala dlonia, badz trzymajac podobnie jak dlugopis preparujemy delikatnie "zdrapujac" osad. W tym wypadku dobrze jest ogladac pole pracy pod mikroskopem stereoskopowym, lub przez okulary grawerskie. Wyniki zaleza w duzej mierze od doswiadczenia, warto jednak zaznaczyc, ze rózne osoby osiagaja podobne wyniki róznymi metodami. Sa na przykład preparatorzy czyszczacy skamieniale rosliny metoda "dégagement". Uzywaja oni tylko trójkatnej w przekroju igly do szycia oraz mlotka i preparuja pod powiekszeniem pięćdziesięciokrotnym. Twierdza oni, ze preparujac w ten sposób osiaga sie wieksza precyzje niz uzywajac igly trzymanej w dloni (Fairon-Demaret et al. 1999).

Sklejanie drobnych elementów
Łączenie małych fragmentów skamieniałości wymaga szczególnych umiejętności. W takich wypadkach konieczne jest szczególne skupienie i precyzja pracy. Pomocne jest ustawienie łączonych elementów na drewnianej deseczce z odrobina plasteliny. Pozwala to na wygodne manipulowanie okazem. Do klejenia najlepsze sa kleje cyjanoakrylowe, ale na bazie wolnoschnącego rozpuszczalnika. Poniewaz przy klejeniu drobnych elementów uzywa sie bardzo niewielkich ilosci kleju, powstaje problem jak je przenosic. Mozna do tego stosowac pojedyncze nitki. Krótkie jej fragmenty nalezy wczesniej przykleic do igly preparacyjnej, badz rozedrzec kawalek materialu i zrolowac go tak, by z jednego konca wystawaly pojedyncze wlókna. Cala operacje przeprowadza się pod lupą binokularową. Odrobine kleju nanosimy na powierzchnie styku przytwierdzonego do plasteliny większego fragmentu klejonego okazu. Mniejsza czastke klejonego okazu "chwytamy" odpowiednio cienkim wilgotnym pedzelkiem i przykladamy do posmarowanego klejem elementu. Jesli powierzchnia styku jest nierówna, oba klejone elementy przytwierdzamy do filarów wykonanych z plasteliny i ustawiamy w takiej pozycji, w jakiej powinny byc sklejone. Manipulujemy jednak nie klejonymi elementami, lecz plastelinowymi filarami. Po uzyskaniu wlasciwego polozenia klejonych elementów w miejsce ich styku wpuszczamy kropelke kleju.

Metody chemiczne
W preparatyce paleontologicznej coraz czesciej stosuje sie metody chemiczne wykorzystujace róznice w skladzie chemicznym miedzy skamienialoscia a skala, w której sie ona znajduje. Fragment skaly z okazem zanurza sie w kwasie, który rozpuszcza tylko skale i po odpowiednim czasie wyjmuje calkowicie oczyszczony okaz. Metody tej nie mozna stosowac, gdy skamienialosci sa pokruszone lub zle zachowane, gdyz po rozpuszczeniu skaly okaz rozpadnie się na fragmenty. Do preparowania takich okazów lepiej stosowac więc metody mechaniczne, nadtrawiajac jedynie skale kwasem. Usuwanie skaly mozna wówczas w kazdej chwili przerwac, przemywajac okaz woda. Nalezy pamietac, ze jesli okazu dobrze nie przemyjemy, sól kwasu moze wykrystalizowac sie w porach osadu, czyniac go jeszcze twardszym. Najlepiej wiec po kilku minutach trawienia przy pomocy szczoteczki zanurzanej w kwasie przy pomocy tej samej szczoteczki przemyc okaz woda. Na koniec okaz nalezy osuszyć sciereczka.
Preparację mechaniczną trudno zastosować, jesli krucha skamienialosc znajduje sie w wyjatkowo twardej skale. W takim przypadku skale z okazem zanurzamy w kwasie na kilka godzin, a nastepnie na podobny czas w wodzie (w celu wyplukania pozostałego kwasu i produktów reakcji). Po wyschnieciu okazu pokrywamy wyłonioną część skamieniałości cienka warstwa lakieru lub nierozpuszczalnego w kwasie Polimetakrylanu metylu (pleksiglasu). Czynnosc te wielokrotnie powtarzamy, az do pelnego usuniecia skaly. Przy odpowiednim stosowaniu tej metody mozna osiagnac bardzo dobre wyniki.
Szczególnym rodzajem preparacji chemicznej jest traktowanie skały ługiem potasowym (KOH). Metoda ta daje szczególnie dobre efekty w odniesieniu do skamieniałości wapiennych zachowanych w skałach marglistych. Przeprowadza się to w ten sposób, że powierzchnię skamieniałości obkłada się gęsto obok siebie ustawionymi granulkami ługu. Kiedy po kilku godzinach granulki rozpłyną się, wchłaniając wilgoć z powietrza, skamieniałość myje się miękką szczotką pod wodą bieżącą (w gumowych rękawicach!).

Metody termiczne
Gdy chcemy wypreparowac dobrze zachowana skamienialosc z porowatej skaly warto zdecydowac sie na metody termiczne. Sa one stosunkowo tanie i wymagaja niewielkiego wkladu pracy, a dają dobre rezultaty. Cala skale mozemy zamrazajac okaz, uprzednio zanurzony w wodzie w aparacie prózniowym. W ten sposób rozluznia sie jednak tylko zewnętrzna warstwe skaly.
Mozna też preparowany obiekt podgrzac, a nastepnie zanurzyc w zimnej wodzie. Daje to dobre skutki w przypadku bardzo twardych skał i skamieniałości o zwartej wewnętrznej strukturze.

Preparacja przy uzyciu narzedzi elektrycznych

Choc technika taka jest zazwyczaj szybsza, niz przy pomocy tradycyjnych metod, nadaje sie tylko do duzych i dobrze zachowanych elementów. Pracujac narzedziami elektrycznymi, nie uzyskamy nigdy takiej precyzji jak posługując się igla i mlotkiem. Stosujac narzedzia elektryczne narazamy skamienialosc na zniszczenie. Ponizej przedstawione zostana narzedzia, których wykorzystanie jest jednak w wielu przypadkach bardzo skuteczne.

Piaskownice czyli sandblastery
Urzadzenia te (Air Abrasive Devices) scieraja skale strumieniem twardego proszku wydmuchiwanego pod duzym cisnieniem. Cisnienie powietrza, twardosc proszku i koncówke dyszy dopasowuje sie do rodzaju skaly i preparowanego okazu. Urzadzenia stosuje sie jedynie wtedy, gdy róznica twardosci miedzy ciastem skalnym a skamienialoscia jest odpowiednio duza. Sandblastery uzywane sa glównie do preparacji mikroskamienialosci. Ze wzgledu na latwosc uszkodzenia okazu przy niewlasciwym stosowaniu tych urzadzen oraz ich duza cene uzywa sie ich tylko w duzych laboratoriach.

Mini-mlotki pneumatyczne
Mlotki te (Miniature Air Hammers) maja szpikulec wprawiany w ruch posuwisto-zwrotny za pomoca sprezonego powietrza. Dzialaja podobnie jak duze mloty pneumatyczne. Wazne jest, aby odpowiednio dobrany szpikulec (w zestawie sa róznego rodzaju ostrza) ustawiac pod odpowiednim katem do skaly według zasad omówionych przy opisie stosowania igiel preparacyjnych. Czesc strumienia powietrza kierowana równolegle do szpikulca zdmuchuje odlamki skaly, oczyszczajac pole pracy. Chociaz sila uderzenia jest regulowana, wada tego typu narzedzi (przynajmniej tych, z których korzystalem) jest brak mozliwosci ustawiania bardzo malych obrotów.

Grawerki automatczne zwane takze vibrotoolami
Grawerki automatyczne (Electric Engravers) krusza skale podobnie jak omówione wyzej mlotki pneumatyczne. Ich zaleta jest wiekszy zakres regulacji sily uderzenia, dzieki czemu mozna preparowac delikatne elementy. Sa jednak glosniejsze i nie maja dodatkowego strumienia powietrza usuwajacego okruchy skalne. Do pracy z grawerkami konieczne sa okulary ochronne.

Frezarki reczne i pily
Sa to male wysokoobrotowe wiertarki. Po zalozeniu twardego frezu zdzierajacego lub tarczki tnacej mozna je wykorzystac do szybkiego usuwania nadmiaru skaly. Przy tej metodzie nie powstaja drgania (wystepujace przy stosowaniu vibrotoola) uszkadzajace slabo zachowane okazy. Jedyna ich wada jest to, ze wytwarzaja duzo pylu, który mozna usuwac przy pomocy odkurzacza.

Konserwowanie skamienialosci

Zazwyczaj wydobyte ze skaly skamienialosci sa na tyle trwale, ze nie wymagają konserwacji. Szczególnych zabiegów konserwacyjnych wymagaja struktury impregnowane lub zastapione pirytem, a zwlaszcza markasytem. By uchronić je od rozpadu, okazy takie trzeba nasaczyc odpowiednimi roztworami. Niegdyś stosowano szerlak, gume arabska czy klej stolarski, dzis najczęściej polimetakrylan metylu (pleksiglas) w rozpuszczalniku. Zainteresowanych odsylam do literatury.

Przyszłość technik preparacji

Być może w przyszłości uda się w pewnym stopniu zautomatyzować preparacje skamieniałości. Podejmowane byly proby odparowywania skały przy uzyciu promienia lasera z równoczesnym analizowaniem widma pozwalającym na przerywanie procesu, skoro tylko osiągnie się granice między skałą a odmienna chemicznie skamieniałością. Kształt skamienialosci uzyskany przy pomocy tomografu komputerowego może pozwolić na użycie frezarki trójwymiarowej; oba urzadzenia są zreszta dziś już dostępne. Może więc praca preparatora bedzie kiedyś zaczynala się od ulozeniu skaly z osadem na wózku tomografa. Okaz zostanie przeswietlony i na monitorze za pomoca myszy wybierze miejsca do usuniecia, po czym skala zostanie przewieziona do frezarki, która usunie skale z dokladnoscia do 0,1 milimetra. Program graficzny na podstawie obrazu z tomografu zrobi zaś sam rysunki dowolnego fragmentu z dowolnej strony. Marzenia takie rzadko się jednak spełniają.

Literatura

Cifelli, R. L. 1996. Techniques for recovery and preparation of microvertebrate fossils. Oklahoma Geological Survey, Special Publication 96-4, .
Fairon-Demaret, M., Hilton, J., & Berry, C. M. 1999. Surface preparation of macrofossils (dégagement). In: Jones, T. P. & Rowe, N. P. (eds) Fossil Plants and Spores: Modern Techniques. 33-35. Geological Society of London.
Feldman, R. M., Chapman, R. E., & Hannibal, J. T. 1989. Paleotechniques. Paleontological Society Special Publication 4, .
Kielan, Z., Makowski, H., & Pozaryska, K. 1950. Zbieranie i konserwowanie skamienialosci. Wydawnictwo Muzeum Ziemi.
Krymgolc, J, Korobkow, A. Wiereszczagin, K., Gromow, & Gekker, B. F. 1963. Materialy paleontologiczne. Wydawnictwa Geologiczne Warszawa.
Leiggi, P. & May, P. 1994. Vertebrate Paleontological Techniques. Volume 1. Cambridge University Press.

Adresy stron internetowych

Na temat preparacji mechanicznej:
http://www.dmnh.org/denverbasin2/fossil/vertprep.html

Wyczerpujacy opis narzedzi z podaniem producentów i literatury znalezc mozna na stronie:
http://www.flmnh.ufl.edu/natsci/vertpaleo/resources/prep.htm#Hand

Instytut Paleobiologii PAN, Twarda 51/55, 00-818 Warszawa

Opisano tu podstawowe metody maceracji, które mogą być stosowane do skał bez silnej lityfikacji a więc iłów, margli i niektórych rodzajów wapieni oraz miękkich łupków ilastych.

Przemywanie wodą z detergentem.

Metoda polega na przemywaniu namoczonych prób skalnych na sitach i może być stosowana do skał całkowicie niezlityfikowanych, głównie iłów i margli. Dzięki tej metodzie odzyskujemy wszystkie skamieniałości szkieletowe zawarte w skale. Ponadto metoda ta zapobiega korozji najbardziej delikatnych skamieniałości, szczególnie muszli mięczaków zbudowanych z nietrwałej formy węglanu wapnia: aragonitu.

Odczynniki i sprzęt
Wiadro, miski metalowe, kolumna sit (wielkość oczek zależna od oczekiwanych skamieniałości), bieżąca woda i jej odpływ zaopatrzony w osadnik, uniwersalny proszek do prania, palnik gazowy.

Sposób postępowania
Próbkę skalną o naturalnej wilgotności lub wysuszoną zalać ciepłą wodą z proszkiem do prania.
Po kilku dniach można przystąpić do przemywania na sitach. Wielkość oczek w kolumnie sit ustalamy w zależności od oczekiwanych skamieniałości. Większość mikroskamieniałości (otwornice, małżoraczki, larwalne mięczaki oraz elementy szkieletu szkarłupni) pozostają na sicie o Ć 0,1 mm. Dla wygody wybierania skamieniałości z residuum oraz uniknięcia efektu "koła młyńskiego" stosuje się kilka różnych średnic sit. Przykładowa kolumna sit do maceracji ilastych osadów morskich:
Ć = 0,1 mm - pozostają małe otwornice i małżoracki, larwalne ślimaki i małże, drobne elementy szkieletu szkarłupni (m. in. skleryty strzykw)
Ć = 0,5 mm - duże otwornice i małżoraczki, młodociane ślimaki i małże, średniej wielkości elementy szkieletu szkarłupni (m. in. skleryty wężowideł, rozgwiazd, liliowców)
Ć = 1 mm - duże elementy szkieletu szkarłupni (kolumnalia liliowców, kolce jeżowców), otolity i zęby rybie, większe mięczaki, młodociane ostrygi.
Ć = 2 mm - pozostałe duże skamieniałości.
Kolumnę sit ustawia się w zlewie, którego odpływ przechodzi przez osadnik. Osadnik jest urządzeniem zapobiegającym przedostawaniu się cząstek skalnych do kanalizacji i jej zapychaniu.
Sita powinny być ustawione na podwyższeniu z siatki lub metalowych prętów, co będzie umożliwiać swobodny odpływ wody z sita. Rozmiękłą skałę wlewamy strumieniem bieżącej wody na najwyższe sito a następnie przemywamy dopóki osad przechodzi przez oczka siatki. Ilość materiału do jednorazowego płukania dozujemy pamiętając, że osad znacznie szybciej przechodzi przez sita o dużej średnicy a znacznie wolniej przez sita o małej średnicy. Przy jednorazowym wlaniu zbyt dużej ilości wody z osadem możemy spowodować zapchanie się dolnych sit.
Osad który pozostanie na sitach po przepłukaniu należy spłukać do misek, każdą frakcję osobno. Po przepłukaniu całości próbki, pozostały po przepłukaniu materiał w miskach gotujemy na palniku gazowym dodając proszku do prania. Po zagotowaniu ponownie przemywamy na sitach. Czynność powtarzamy do momentu, kiedy woda po zagotowaniu jest czysta. Otrzymane w ten sposób residuum suszymy i możemy przystępować do wybierania skamieniałości.

Maceracja przy użyciu soli glauberskiej

Metoda ta polega na dezintegracji skały o niewielkiej lityfikacji przy pomocy soli glauberskiej (chemicznie jest to uwodniony siarczan sodu - Na2SO4ˇ10H2O) poprzez wielokrotną krystalizację i ponowne rozpuszczanie soli. Podgrzewana solanka penetruje drobne szczeliny i spękania w skale a następnie krystalizując zwiększa objętość i rozsadza ją. Najlepsze efekty daje pozyskiwanie mikroskamieniałości kalcytowych (np. małżoraczki, otwornice) ze słabo zlityfikowanych skał węglanowych.

Odczynniki i sprzęt
Łaźnia wodna, sól glauberska, metalowe miski, bieżąca woda i jej odpływ zaopatrzony w osadnik, sito.

Sposób postępowania
Pokruszoną skałę umieszczamy w metalowej misce, zasypujemy kilkoma łyżkami stołowymi soli glauberskiej i zalewamy niewielką ilością ciepłej wody. Miskę umieszczamy na łaźni wodnej i podgrzewamy kilka godzin. Następnie wyłączamy ogrzewanie łaźni i pozostawiamy próbkę do ostygnięcia i wykrystalizowania się soli. Po kilku godzinach (najczęściej następnego dnia) uzupełniamy ubytek wody i ponownie podgrzewamy. Powtarzamy ten proces wielokrotnie, aż do dezintegracji skały. W ten sposób zmacerowaną próbkę przemywamy na sicie i suszymy.

Maceracja przy pomocy ciekłych węglowodorów

Metoda ta może być przydatna do maceracji niektórych rodzajów bardziej zlityfikowanych iłowców i łupków ilastych..

Odczynniki i sprzęt
Nafta, olej napędowy lub benzyna ekstrakcyjna (należy zwrócić uwagę na niebezpieczeństwa związane z łatwopalnością benzyny - nie jest polecana dla początkujących), pojemnik na próbkę, bieżąca woda i jej odpływ z zaopatrzony w osadnik, sito.

Instytut Paleobiologii PAN, Twarda 51/55, 00-818 Warszawa

Oczywistym sposobem badania skamieniałości jest wykonywanie ich przekrojów. Jeśli mamy do czynienia z organicznymi skamieniałościami wydobytymi ze skały, procedura postępowania jest podobna, jak w odniesieniu do preparatów zoologicznych czy botanicznych. Obiekt przeprowadza się ze środowiska wodnego do parafiny za pośrednictwem mieszanin rozpuszczalników organicznych o wzrastającym stężeniu, po czym tnie mikrotomem. W podobny sposób przygotowuje się skrawki do transmisyjnego mikroskopu elektronowego (TEM). Istnieją również mikrotomy, którymi można skrawać skały wraz z zawartymi w nich skamieniałościami. Są jednak trudno dostępne i standardowym sposobem postępowania w paleontologii pozostaje przecinanie skał piłami i szlifowanie. Powierzchnię przeciętej skały można wygładzić, wykonać odcisk jej nadtrawionej powierzchni, bądź zeszliwować do przejrzystej płytki cienkiej.

Szlify czyli płytki cienkie

Szlify (thin sections) wykonuje się w celu zbadania szczegółów struktury wewnętrznej skały lub szkieletu w świetle przechodzącym i/lub odbitym. Badanie szlifów cienkich pozwala stwierdzić z jakich ziaren zbudowana jest badana skała, lub wykonać oznaczenie taksonomiczne kalcyfikujących glonów (krasnorostów), do czego wymagane jest poznanie szczegółów budowy komórkowej plechy.
Aby przygotować szlif wyciąć trzeba wpierw z odpowiedniego fragmentu skały lub szkieletu skamieniałości płytkę odpowiednich rozmiarów (zwykle również ściśle zorientowaną przestrzennie). W następnym etapie, po wygładzeniu za pomocą proszków szlifierskich lub na diamentowych tarczach szlifierskich jednej powierzchni płytki (gradacja proszku 1 mm), przylepiamy płytkę powierzchnią wygładzoną do powierzchni szkiełka podstawowego. Tradycyjnie za pomocą balsamu kanadyjskiego (jest to naturalna żywica, droga, używana przy konieczności oznaczania współczynników załamania światła kryształów) lub częściej za pomocą różnych żywic sztucznych. Trzeba zwrócić uwagę, aby warstwa żywicy była jak najcieńsza, równej grubości i pozbawiona pęcherzyków powietrza. Po utwardzeniu kleju (czas zależy to od typu zastosowanej żywicy) usuwamy nadmiar skały z drugiej powierzchni, albo z pomocą proszków diamentowych lub diamentowych tarcz ściernych, albo za pomocą frezu, tak aby uzyskać półprzeźroczysty preparat; grubość takiego preparatu zależy od typu skały oraz dalszej techniki traktowania płytki. Następny etap to doprowadzenie do osiągnięcia odpowiedniej grubości płytki (zwykle 40 lub mniej mikrometrów) oraz równocześnie wygładzenie jej powierzchni. Wykonuje się to za pomocą odpowiednich urządzeń automatycznych (lapowanie), lub częściej ręcznie na powierzchni szklanej i za pomocą bardzo drobnoziarnistych proszków diamentowych (zwykle 1 mm).
Płytka tak przygotowana może zostać przykryta szkiełkiem nakrywkowym przyklejonym przy pomocy odpowiedniej żywicy, aby zapewnić jej trwałość. Jeśli zachodzi taka potrzeba, przed przykryciem wykonać można barwienia preparatu za pomocą barwników umożliwiających oznaczenie składu mineralnego (aragonit, kalcyt, dolomit etc.)

Naszlify czyli zgłady

Podobnym celom co szlify, ale do badania większych elementów w świetle odbitym, służą naszlifowane powierzchnie skały lub szkieletu (polished surfaces). Powierzchnie takie uzyskuje się w wyniku stopniowego wyrównywania za pomocą proszków szlifierskich o coraz mniejszej gradacji, aż do uzyskania gładkiej powierzchni, jeśli taka jest wymagana (proszek 1 mm); czasami wykonuje się również powierzchnie polerowane (błyszczące) za pomocą proszków polerskich (tlenek glinu) na podłożu tkaniny lub filcu. Do standardowych badań wystarczają powierzchnie niepolerowane (nie błyszczące). Powierzchnie naszlifowane pozwalają np. na badania składu organizmów budujących kopalne rafy, lub budowy wewnętrznej koloni kopalnych koralowców.

Odciski acetonowe

Specyficzną techniką pozwalająca na wgląd w strukturę skał węglanowych i skamieniałości są tzw. peelsy, czyli odciski acetonowe (peels). Są one odpowiednikiem szlifów cienkich i służą badaniu struktury wewnętrznej szkieletu lub skały w świetle przechodzącym. Wykonuje się je w następujący sposób: badany fragment skały lub szkieletu zgładza się za pomocą proszków szlifierskich (do gradacji 1 mm) a następnie lekko nadtrawia za pomocą rozcieńczonego kwasu: rodzaj kwasu oraz długość trawienia zależą od rodzaju badanej skały oraz oczekiwanych efektów (zwykle stosuje się kwas octowy lub solny). Tak nadtrawioną powierzchnię nasyca się acetonem, a następnie pokrywa folią rozpuszczalną w acetonie. Folię dociska się do nadtrawionej powierzchni. W wyniku ścisłego przylgnięcia do nadtrawionej powierzchni skały napęczniałej i częściowo rozpuszczonej powierzchni folii, po osuszeniu uzyskuje się niezwykle wierną (możliwość badania nawet w SEM) replikę struktury skały lub skamieniałości. Tak uzyskany odcisk acetonowy przechowuje się zwykle miedzy dwoma szkiełkami podstawowymi, aby zabezpieczyć go przed uszkodzeniem oraz odkształceniem. Szczególnie użyteczne okazały się odciski acetonowe do badania budowy wewnętrznej brachiopodów.

Naszlify nadtrawiane

Instytut Geologii Podstawowej, Uniwersytet Warszawski, Aleja Żwirki i Wigury 93, 02-089 Warszawa

Fosforanowe sole wapnia, z których zbudowane są szkielety kręgowców i elementy aparatu konodontowego, trudniej ulegają rozpuszczeniu w słabych kwasach, niż węglany stanowiące zasadniczy składnik wapieni, margli i dolomitów. Dlatego też, przy zachowaniu odpowiednich środków ostrożności, możemy preparować skamieniałości kręgowców i konodonty poddając próbkę skalną działaniu tychże kwasów, bez obawy o utratę czy zniszczenie zawartych w niej okazów. Najczęściej stosuje się w tym celu kwas octowy, czasem także mrówkowy bądź rozcieńczony kwas solny. Ponieważ wydobywanie ze skały dużych fragmentów kości lub płyt wymaga nieco innej procedury, niż preparacja mikroskamieniałości, zostaną one omówione osobno.

Preparacja mikroskamieniałości

Odczynniki i sprzęt
Stosuje się tutaj 10-15% roztwór kwasu octowego, w przypadku czystej skały wapiennej stężenie może być mniejsze, w przypadku próbki bardziej zailonej lub zdolomityzowanej - większe. Ze względów finansowych najlepiej kupować 80% kwas octowy czysty (z symbolem "cz." na butelce): większe stężenie wyjściowe bądź większa czystość (np. czysty do analizy - cz. d. a.) powoduje znaczny wzrost kosztów, a nie jest potrzebne.
Rozpuszczanie próby najlepiej przeprowadzać w 4-5 litrowych wiadrach plastikowych; prostokątny lub kwadratowy kształt wiaderka może ułatwić lepsze wykorzystanie przestrzeni pod wyciągiem. Należy także zaopatrzyć się w większą ilość plastikowych siateczek (po owocach lub warzywach).

Przygotowanie próbki
Przed przystąpieniem do preparacji należy próbkę dokładnie umyć w celu pozbycia się zewnętrznych zanieczyszczeń i okruchów pochodzących z innych próbek, jeśli mogły się one wcześniej ze sobą stykać. Następnie rozkruszamy próbkę na kawałki o wymiarach nie przekraczających 3 cm w celu powiększenia powierzchni działania kwasu na próbkę i przyspieszenia procesu rozpuszczania. Do rozkruszania stosujemy specjalne szczęki kruszące lub prasę. Raczej nie należy kruszyć próbki młotkiem - gwałtowne udary mogą spowodować zniszczenie skamieniałości, szczególnie jeśli ukrywa się w naszej próbce okaz o większych rozmiarach. Lepiej stosując powolny, wzrastający nacisk spowodować pękanie skały wzdłuż naturalnych spękań, badając każdy powstający okruch, czy na powierzchni przełamu nie ujawni się skamieniałość widzialna gołym okiem. Należy zadbać o to, aby drobne ułamki nie rozpryskiwały się na boki, np. owijając próbkę szmatką.

Nastawianie próbki do rozpuszczenia
Rozkruszoną próbkę przenosimy nad wiaderko i przesypujemy do siateczki. Siateczkę umocowujemy tak, aby próbka wisiała w wiaderku, nie opierając się o dno. Następnie nalewamy do wiaderka wodę (najlepiej gorącą, w celu przyspieszenia reakcji), tak aby cała próbka była zanurzona, wstawiamy wiaderko pod wyciąg (digestorium) i dolewamy kwasu do odpowiedniego stężenia. Tę kolejność - najpierw woda, potem kwas - należy zachować, aby jak najkrócej stykać się z uciążliwymi oparami stężonego kwasu octowego. Wiaderko z próbką oznaczamy natychmiast, podając następujące dane: miejsce pobrania i numer próbki, data i godzina nastawienia próbki, ewentualnie, przy większej liczbie osób mających dostęp do pracowni, nazwisko nastawiającego próbkę do rozpuszczenia. Odpowiednie dane notujemy też w zeszycie.

Przemywanie
Czas rozpuszczania próbki zależy od czystości wapienia. Z reguły po raz pierwszy przemywamy próbkę po upływie tygodnia, w celu rozpoznania, czy próbka jest perspektywiczna. Jeśli stwierdzamy, że nie jest jeszcze rozpuszczona, a kwas nie przereagował w całości, możemy użyć części dotychczasowego roztworu do dalszego rozpuszczania. W tym celu przelewamy przez sita około 1/3-1/2 objętości roztworu do oddzielnego wiaderka, starając się nie wzburzyć osadu zebranego na dnie.
Właściwe przemywanie przebiega następująco:
Na odpowiednim stojaku ustawiamy w zlewie kolumnę złożoną z dwóch sit. Sito górne powinno mieć otwory o średnicy 2 mm, a sito dolne od 0,075 do 0,2 mm. Gęstość sita dolnego zależy od stopnia zailenia próbki i średnich rozmiarów skamieniałości, jakie chcemy uzyskać. Przez sito gęstsze trudniej jest przemywać, natomiast sito rzadsze może przepuszczać okazy drobne (takie na przykład, jak triasowe konodonty). Odczepiamy siateczkę z nie rozpuszczoną częścią próbki i przenosimy do osobnego wiaderka (np. tego z odlaną uprzednio częścią roztworu). Roztwór wraz z osadem przelewamy przez kolumnę sit uważając, czy ił nie zatkał otworów dolnego sita na tyle, że roztwór przestał przez nie przenikać. Jeśli tak się stanie, można delikatnie postukać w sito od spodu. Po zlaniu całego roztworu resztkę osadu z dna wiaderka delikatnie zmywamy na sito, korzystając z gumowego wężyka nałożonego na kran.
Gdy już cały osad (residuum) znajdzie się na sitach, zdejmujemy sito górne - jego zawartość trzeba będzie potem przejrzeć, zobaczyć, czy nie ma większych skamieniałości, a nie rozpuszczone okruchy skały wrzucić do dalszej maceracji. Residuum na sicie dolnym przemywamy lekkim strumieniem wody z wężyka, starając się jak najdokładniej wymyć drobiny iłu. Po przemyciu przenosimy residuum z sita na szalkę Petriego i pozostawiamy do wysuszenia, oznaczając szalkę w sposób analogiczny do opisanego powyżej.
Resztki nie rozpuszczonej próbki w siateczce nastawiamy do dalszego rozpuszczania, dopełniając roztwór wodą i kwasem. Po całkowitym rozpuszczeniu próbki powtarzamy przemywanie i suszenie residuum. Z reguły kilogramowa próbka nie powinna się rozpuszczać dłużej niż dwa tygodnie. Nie należy zostawiać próbki zbyt długo bez przemycia, ponieważ skamieniałości fosforanowe mogą ulec częściowemu nadtrawieniu, mimo większej odporności od otaczającej skały, a ponadto w trakcie parowania roztworu wytrącają się wykwity octanu wapnia, zanieczyszczające residuum.

Preparacja większych elementów szkieletowych

Instytut Geologii Podstawowej, Uniwersytet Warszawski, Aleja Żwirki i Wigury 93, 02-089 Warszawa

Spory i ziarna pyłku (nazywane ogólnie sporomorfami) pochodzące od roślin lądowych mają ściany komórkowe odporne na procesy fosylizacji. Odporność ścian komórkowych wynika z udziału w ich budowie sporopolleniny, wysoko spolimeryzowanego związku chemicznego pokrewnego woskom. Dzięki takiemu składowi chemicznemu komórki (sporomorfy) przechowują się w stanie kopalnym prawie bez zmiany struktury i skulptury ścian. Wydobycie ich z osadu wymaga dość skomplikowanych zabiegów chemicznych. Ogólnie nazywamy ten proces maceracją.
Stosowanych jest wiele metod maceracyjnych. Prawie każde laboratorium posługuje się przepisami, przystosowanymi do własnych potrzeb. Poniżej przedstawione są najczęściej stosowane metody maceracji osadów (używają ich paleobotanicy z Wydziału Geologii UW, Państwowego Instytutu Geologicznego i Muzeum Ziemi PAN w Warszawie).

Przygotowanie materiału

1. Z suchego osadu, ze środka oczyszczonego rdzenia, lub próbki z odsłonięcia wyciąć fragment, oczyścić ponownie, rozdrobnić i przesiać przez sito o oczkach 0,5 mm.
2. Rozdrobniony materiał odważyć: 150 - 300 mg torfu dobrze rozłożonego, 300 - 500 mg gytii, węgli, lub torfu słabo rozłożonego, 0,5 - 1,0 g mułku, 5,0 g piasku

Odprowadzanie węglanów

1. Odważony materiał zalać w zlewkach 10 % HCl, zostawić do wyburzenia kilkakrotnie mieszając.
2. Przelać do probówek, uzupełnić wodą, odwirować, zdekantować.
3. Przepłukać wodą dobrze mieszając, odwirować, zdekantować. Czynność powtórzyć dwukrotnie

Odprowadzanie kwasów humusowych

1. Próbkę pozbawioną węglanów zalać 7 - 10% zasadą potasową (KOH), wymieszać i gotować 1 min. stale mieszając (większe stężenie KOH stosować dla próbek mocniej uwęglonych)
2. Przelać do probówek, uzupełnić wodą, odwirować, zdekantować
3. Zalać wodą dobrze mieszając, odwirować, zdekantować
4. Płukanie powtarzać kilkakrotnie, aż do odbarwienia wody. Do płukania można stosować gorącą wodę.

Rozdzielanie frakcji organicznej od mineralnej - flotacja

Przygotowanie cieczy ciężkiej (flotacyjnej)
1. Odważyć 1000 g jodku kadmowego (CdJ2).
2. Odważyć 900 g jodku potasowego (KJ).
3. Utrzeć w moździerzu, przesypać do zlewki, zalać 500 ml wody destylowanej, mieszać do rozpuszczenia soli. Można lekko podgrzać, by przyspieszyć rozpuszczanie.

Proces flotacji
1. Materiał zalać acetonem (CH3COCH3), wymieszać, odwirować, zdekantować.
2. Zalać wodą dodając 6-8 kropli kwasu jodowowodorowego (HJ), wymieszać, odwirować, zdekantować.
3. Przepłukać wodą dobrze mieszając, odwirować, zdekantować. Czynność powtórzyć.
4. Zalać materiał w probówce cieczą ciężką (wodny roztwór jodku kadmowego i jodku potasowego o gęstości około 2,14 g/cm3). Dokładnie i długo mieszać i wstrząsać, do 20 min (można użyć mieszadła magnetycznego lub mechanicznego).
5. Wirować 20 minut.
6. Osad w górnej warstwie zlać na sączek.
7. Materiał pozostały w probówce ponownie zalać cieczą ciężką, dobrze i długo mieszać, odwirować 20 minut i ponownie górną warstwę zlać na sączek.
8. Osad na sączku przepłukać wodą i przenieść do probówki, uzupełnić wodą, wymieszać, odwirować, zdekantować.

Utlenianie

1. Przemyć osad kwasem octowym lodowatym (CH3COOH), wymieszać, odwirować, zdekantować.
2. Do osadu dolać 4 cm3 kwasu octowego lodowatego, 1-6 kropli nadchloranu sodu (NaClO3) w roztworze (jedna część wagowa NaClO3 na dwie części wody) i kilka kropli (3-8) stężonego kwasu solnego (HCl), dobrze wymieszać, odwirować, zdekantować.
3. Przepłukać wodą, wymieszać, odwirować, zdekantować.

Acetoliza

1. Przemyć osad kwasem octowym lodowatym, wymieszać, odwirować, zdekantować
2. Osad zalać 10 ml mieszaniny acetolitycznej (mieszanina bezwodnika kwasu octowego C4H6O3 i stężonego kwasu siarkowego H2SO4 w proporcji objętościowej 9:1), wymieszać.
3. Probówki z zawiesiną umieścić w łaźni wodnej we wrzącej wodzie i gotować 3-5 minut ciągle mieszając.
4. Zdjąć probówki z łaźni wodnej, poczekać aż nieco przestygną, odwirować i zdekantować.
5. Osad w probówkach zalać kwasem octowym lodowatym, odwirować i zdekantować.
6. Przepłukać wodą, dobrze wymieszać, odwirować, zdekantować.
7. Przepłukać wodą 3-5 razy, po każdym płukaniu odwirować i zdekantować

Przechowywanie materiału

1. Zalać materiał w probówce mieszaniną gliceryny z wodą w stosunku objętościowym 1:1, wymieszać, odstawić (od 20 minut do 24 godzin), odwirować 20 minut, zdekantować.
2. Ustawić probówki dnem do góry, poczekać aż spłynie nadmiar cieczy. Do osadu dodać 2-5 kropli gliceryny. Probówki zatkać korkiem gumowym lub tamponem z waty, opisać dokładnie. W takim stanie próbki są przygotowane do wykonania preparatów mikroskopowych w celu oznaczania sporomorf.

Uwaga

Instytut Nauk Geologicznych PAN, Senacka 1, 31-002 Kraków, ndgedl@cyf-kr.edu.pl

Współczesne Dinoflagellata wytwarzające zachowujące się w stanie kopalnym cysty (dinocysty) znane są praktycznie ze wszystkich środowisk morskich; występują również w wielu wodnych środowiskach kontynentalnych. Zapis kopalny dinocyst, znacznie bogatszy od ich dzisiejszego zróżnicowania, wydaje się potwierdzać, że również w przeszłości Dinoflagellata zajmowały bardzo szerokie spektrum środowiskowe. Konsekwencją tego jest, że niemal wszystkie rodzaje skał osadowych mogą potencjalnie zawierać dinocysty.
Pierwsze obserwacje kopalnych dinocyst w latach trzydziestych XIX wieku wykonywane były przez niemieckiego paleontologa Christiana Ehrenberga w płytkach cienkich (materiał pochodził m.in. ze Śląska). W sto lat później, inny niemiecki paleontolog Alfred Eisenack zastosował po raz pierwszy chemiczną metodę preparacji rozpuszczając w kwasie solnym wapienie z głazów narzutowych ówczesnych Prus Wschodnich. Obecnie stosowane metody preparacji są właśnie rozwinięciem metody stosowanej przez Eisenacka. Chemiczna metoda ekstrakcji dinocyst wykorzystuje różnicę w składzie chemicznym pomiędzy dinocystami zbudowanymi z kwasoodpornej organicznej sporopoleniny a nieorganicznym materiałem budującym skałę, który w trakcie preparacji podlega usunięciu. Zniszczeniu ulegają również wszelkie mikro- i makroskamieniałości zbudowane z materiału nieorganicznego (np. otwornice, kokkolity i radiolarie).
Metody stosowane w większości laboratoriów na świecie, różnią się nieznacznie od siebie w zależności od warunków laboratoryjnych i celów jakie mają osiągnąć. Można jednak ująć je wszystkie w tzw. standardową metodę preparacji pozwalającą na szybkie i bezpieczne wydobycie dinocyst ze skały. Metoda ta jest również wykorzystywana w preparatyce innych mikroskamieniałości organicznych, takich jak akritarchy i sporomorfy (palinomorfy). Przedstawiona poniżej metoda została opracowana w Laboratorium Paleobotaniki i Palinologii w Utrechcie oraz nieznacznie zmodyfikowana w Laboratorium Mikropaleontologicznym PAN w Krakowie.

Pobieranie próbek

Materiał pobierany do badań powinien być jak najmniej zwietrzały; w przypadku odsłonięć naturalnych próbki skalne powinno pobierać się z głębokości kilku do kilkudziesięciu centymetrów. Standardowa waga próbki waha się w przedziale 20-30 g, rzeczywista jej wielkość powinna być jednak uzależniona od spodziewanej liczby dinocyst, np. utwory węglanowe często zawierają mniej dinocyst w przeliczeniu na masę skały - waga próbki np. wapienia pelitycznego często przekracza 1 kg. Mitem jest natomiast, że ciemne litologie są bogatsze w dinocysty niż jasne. Te pierwsze są zazwyczaj bardzo bogate w materię organiczną różnego pochodzenia (do badań palinofacji wystarcza 2-5 g skały) będąc ubogimi w dinocysty. Natomiast jasne litologie charakteryzują się często wysokim udziałem dinocyst będących jedynymi palinomorfami w skale.
Istotne jest również aby próbka reprezentowała materiał jednorodny litologicznie: częstym zjawiskiem jest, że odmienne litologie występujące blisko siebie charakteryzują się zupełnie różnymi zespołami dinocyst. Pomieszanie tych litologii zafałszuje wynik interpretacji paleośrodowiskowych na podstawie dinocyst.

Przygotowanie próbek do preparacji

Drugi etap, oczyszczenie próbki skalnej, ma na celu uniknięcie kontaminacji obcym materiałem. Zarówno w warunkach naturalnych jak i laboratoryjnych (np. w trakcie przechowywania) dochodzi do kontaktu z innym materiałem skalnym co może prowadzić do zanieczyszczenia. Częstym zjawiskiem w badaniach palinologicznych jest kontaminacja materiałem palinologicznym współczesnym, np. pyłkiem czy grzybami, skutkująca błędnymi interpretacjami. Proste czyszczenie polega na usunięciu zewnętrznej warstwy próbki np. nożem, czy w przypadku twardszych próbek, umyciu wodą destylowaną (w wodzie z sieci wodociągowej często występuje materiał palinologiczny, w tym m. in. współczesne Dinoflagellata).
Kolejnym etapem jest pokruszenie próbki skalnej na fragmenty o średnicy do 1 mm. Ułatwia to dostęp kwasów do materiału skalnego. Ma to szczególne znaczenie w przypadku materiału słabo reagującego z kwasem.

Chemiczna preparacja próbek

Początek ekstrakcji polega na usunięciu węglanów 40% kwasem solnym. Ze względu na stężenie kwasu czynność ta musi być wykonana pod dygestorium. Pokruszony materiał skalny należy zalać niewielką ilością kwasu w celu sprawdzenia intensywności reakcji. Reakcja stężonego kwasu z węglanem wapnia zachodzi często bardzo gwałtownie i próbka "kipi". Należy wówczas próbkę spryskać alkoholem etylowym. Po ustaniu reakcji próbkę należy zneutralizować używając np. roztworu boraksu lub pirofosforanu sodu.
Odwapnioną próbkę powinno się przesiać przez sito; średnica sita uzależniona jest od celu badań: z reguły waha się pomiędzy 10 a 25 mm. Przesianie próbki ma na celu pozbycie się najdrobniejszej frakcji (np. minerałów ilastych) oraz jonów wapniowych, które w późniejszej reakcji z kwasem fluorowodorowym tworzą nierozpuszczalny i trudny do usunięcia fluorek wapnia. W celu ułatwienia siania można zastosować płuczkę ultradźwiękową, która rozbija agregaty najdrobniejszych frakcji (należy jednak pamiętać, że ultradźwięki mogą być również szkodliwe dla dinocyst). Próbki nie wykazujące reakcji z kwasem solnym (bezwapniste) można od razu zalać kwasem fluorowodorowym.
Traktowanie próbek 38% kwasem fluorowodorowym ma na celu usunięcia krzemionki. Ze względu na bardzo dużą agresywność kwasu fluorowodorowego czynność tę należy bezwzględnie wykonywać pod dygestorium, w kwasoodpornych rękawicach i okularach ochronnych. Kontakt z kwasem fluorowodorowym, jego parami lub parami powstałymi w reakcji z krzemionką może zakończyć się ciężkimi oparzeniami.
Reakcję usunięcia krzemionki należy przeprowadzać w specjalnych pojemnikach odpornych na działanie kwasu fluorowodorowego (rozpuszcza szkło!) oraz wysokiej temperatury (reakcja kwasu fluorowodorowego z krzemionką jest silnie egzotermiczna - temperatura może przekroczyć 100°C). Podobnie jak przy usuwaniu węglanów, tak również w tym przypadku należy stopniowo zalewać próbkę kwasem fluorowodorowym: zbyt szybkie zalanie może spowodować niekontrolowaną gwałtowną reakcję. W trakcie przebiegu spokojnej reakcji istotne jest aby próbka pozostawała w ciągłym ruchu; w przeciwnym wypadku nie rozpuszczone fragmenty gromadzą się na dnie pojemnika utrudniając dostęp kwasu. W tym celu należy umieścić pojemnik z próbką na kołysce laboratoryjnej na okres około godziny.
Próbkę należy ponownie zneutralizować oraz przesiać. Otrzymane residuum składa się nierozpuszczalnych minerałów, nie rozpuszczonych fragmentów oraz materii organicznej.

Separacja materiału organicznego

Instytut Paleobiologii PAN, Twarda 51/55, 00-818 Warszawa

Grupę Acritarcha (z greckiego akritos = nieznany, archae = geneza) wprowadził do literatury w 1963 roku Evitt jako takson nieformalny, określając tym mianem heterogeniczny zespół mikroorganizmów (roślinnych lub/i zwierzęcych) o nieznanym pochodzeniu. Akritarchy mają ścianę zbudowaną z substancji organicznej o składzie zbliżonym do sporopolleniny występującej w sporach i pyłkach roślin. Obecnie wiąże się akritarchy z fotosyntetyzującymi pierwotniakami, uważając je za cysty jednokomórkowych planktonowych glonów morskich, m. in. dinoflagellatów i zielenic Prasinophyceae. Niektóre nie-akantomorficzne formy mogły być cystami słodkowodnych Chlorophyta. Ponieważ pochodzenie akritarchów jest wciąż niejasne i nie można ich jednoznacznie przypisać do żadnej grupy współcześnie żyjących mikroorganizmów, grupę tę określa się jako incertae sedis.
Morfologia akritarchów jest bardzo zróżnicowana, ale podstawowy typ budowy większości obejmuje ciało centralne z odchodzącymi od niego wyrostkami. Ciało centralne może mieć różnie wykształcony otwór (pylom). Powierzchnia ciała centralnego, jak i wyrostków może być gładka lub pokryta różnego rodzaju guzkami, drobnymi wyrostkami czy rowkami. Wyrostki, których liczba waha się od zera do kilkudziesięciu, mają różny kształt i długość, mogą być w środku puste i połączone z jamą ciała centralnego. Rozmiary akritarchów są różne, od 5 ľ do 1 mm.
Akritarchy w środkowym i późnym proterozoiku były już pospolicie występującymi skamieniałościami, wraz z cyjanobakteriami. Najstarsze formy opisane zostały z formacji żelazistych Negaunee (2,1 mld lat) i Gunflint (~ 2 mld lat) w Kanadzie. W środkowym kambrze ich różnorodność i liczebność gwałtownie wzrosła, a szczyt rozwoju osiągnęły w ordowiku i sylurze. Pod koniec syluru nastąpił spadek różnorodności akritarchów, który trwał aż do permu. Akritarchy mają znaczenie biostratygraficzne szczególnie dla osadów paleozoiku, gdzie występują najliczniej. Mają również znaczenie paleogeograficzne. Rozprzestrzenienie akritarchów w ordowiku, sylurze i dewonie wykazuje prowincjalizm tzn. zespoły akritarchów pochodzące z różnych szerokości geograficznych różnią się między sobą pod względem taksonomicznym.
Na granicy karbonu z permem akritarchy prawie zupełnie wymarły a w mezozoiku i kenozoiku stanowiły już tylko nieznaczną część zespołów fitoplanktonowych.

Procedura ekstrakcji akritarchów ze skał ilastych i krzemionkowych

Do pozyskiwania akritarchów stosuje się podobne techniki, jak do sporomorf i palynomorf. Pewne odmienności związane są z poszczególnymi laboratoriami. Poniżej przedstawione są również stosowane przez badaczy akritarchów techniki przygotowywania cieczy ciężkich i żelu ("galaretki") służącego do unieruchamiania akritarchów w preparatach mikroskopowych.

Przygotowywanie cieczy ciężkich
Przepis pierwszy: 200 ml wody destylowanej + 332g KJ + 336g CdJ2 rozmieszać w zlewce, następnie 100 cm3 otrzymanego roztworu zważyć w menzurce. Powinno być ~ 2,2 g; jeśli jest więcej, to rozcieńczyć wodą.

Przepis drugi: Do zlewki z odmierzoną i zaznaczoną objętością 166 cm3 (i niewielką ilością wody) wsypać 250 dkg ZnCl2 i wlać 36 cm3 HCl, wszystko uzupełnić wodą destylowaną do objętości 166 cm3.

Przygotowywanie żelu
10 g żelatyny wsypać do półlitrowej zlewki, zalać 60 ml wody destylowanej i pozostawić do spęcznienia około 15 min. Zlewkę podgrzewać bardzo powoli (najlepiej w garnku z wodą) w temperaturze okolo 60oC. Gdy żelatyna rozpuści się dodać 60 ml gliceryny i 1g fenolu lub tymolu delikatnie mieszając. Zestawić do ostudzenia. Jeśli mieszanina nie jest jednorodna, jeszcze raz podgrzać i zamieszać. Gdy stwardnieje, galaretka jest gotowa.

Przygotowanie do ekstrakcji
1. Oczyścić, umyć i wysuszyć próbki
2. Rozdrobnić próbki na ułamki o wielkości kilku milimetrów.
3. Przesiać przez sita o średnicy oczek około 2 mm oraz 0,5 mm i zebrać residuum z mniejszego sita (ok. 3g).

Usuwanie węglanów
1. Próbkę umieścić w małej zlewce i zalać 20% HCl. Gotować kilka minut i pozostawić
do następnego dnia (gotowanie nie jest niezbędne).
2. Próbkę kilkakrotnie przepłukać

Usuwanie krzemionki
1. Próbkę umieścić w naczyniu plastikowym i zalać 40% HF. Pozostawić na co najmniej
2 tygodnie, potrząsać kilka razy dziennie.
2. Próbkę kilkakrotnie przepłukać

Utlenianie
1. Próbkę umieścić w małej zlewce i zalać 98% HNO3 na 10 min do 1 h (można zastosować roztwór Schulzego).
2. Próbkę kilkakrotnie przepłukać
3. Wirowanie 2 ´ 5 min przy 2000 obr/sek, za każdym razem zlewając wodę znad osadu; 1 ´ 20 min przy 2000 obr/sek.
4. Zlać wodę znad osadu i postawić probówki do góry dnem na 1 - 24h.

Wirowanie w cieczy ciężkiej
1. Dodać cieczy ciężkiej do 1/2 wysokości probówki, rozmieszać bez użycia bagietki (aby nie uszkodzić materiału), pozostawić do następnego dnia.
2. Wirowanie 20 min przy 2000 obr/sek. Otrzymaną zawiesinę rozcieńczyć wodą i zachować do dalszej preparacji. Osad usunąć.

Płukanie
1. Wirowanie 3 ´ 5 min przy 2000 obr/sek, za każdym razem zlewając wodę znad osadu i uzupełniając ją.
2. Materiał oczyścić przez płukanie na sicie stylonowym w myjce ultradźwiękowej.

Wykonanie preparatu
1. Uzyskany materiał zatapiamy w żelu (glicero-żelatynie) lub w specjalnym kleju do preparatów Elvacite (żywica epoksydowa). Szkiełka do preparatów muszą być odtłuszczone, suche i podpisane. Żel ("galaretkę") lekko podgrzewamy i nakładamy jedną kroplę na szkiełko przykrywkowe, na niej umieszczamy kroplę materiału i nakładamy szkiełko podstawowe. Jeśli pod szkiełkiem pojawią się pęcherzyki powietrza, preparat jeszcze raz podgrzewamy, aż żel zostanie równomiernie rozprowadzony pod szkiełkiem.
2. Preparat pozostawiamy odwrócony do wyschnięcia (na około dobę). Po wyschnięciu brzegi szkiełka przykrywkowego oczyszczamy i utrwalamy lakierem.

Literatura

Instytut Paleobiologii PAN, Twarda 51/55, 00-818 Warszawa

Skaningowy Mikroskop Elektronowy, w skrócie SEM (Scanning Electron Microscope) jest urządzeniem o szerokich mozliwościach służącym m.in. do wykonywania zdjęć obiektów w powiększeniach od × 10 do ×100000. Mikroskop składa się z kolumny (działo elektronowe) z umieszczoną w jej górnej części katodą, komory próżniowej umieszczonej pod kolumną oraz konsoli sterującej. Do komory próżniowej podłączone są rozmaite urządzenia peryferyczne będące wyposażeniem opcjonalnym mikroskopu, np. detektor EDS (tzw. mikrosonda) czy detektor katodoluminescencyjny CL.
Umieszczona w górnej części kolumny mikroskopu katoda wolframowa emituje strumień elektronów, który uderzając o powierzchnię umieszczonego w komorze obiektu powoduje wybijanie elektronów z powłok atomów na jego powierzchni (zjawisko secondary electron). Po wyeliminowaniu elektronów odbitych, strumień wtórnych elektronów kierowany jest do detektora, który przekształca go w obraz obserwowany na ekranie monitora.

Przygotowanie do fotografowania skamieniałości organicznych.

Podstawowym problemem w przygotowaniu skamieniałości organicznych (np. akritarchy, dinocysty, graptolity, spory i pyłki) do napylania jest ich prawidłowe wysuszenie. Odparowywanie kropli wody z zawartymi w niej cienkosciennymi skamieniałościami organicznymi powoduje zwykle zapadanie się ich ścianek do wewnątrz i spłaszczenie. Aby zapobiec temu zjawisku stosuje się dwie podstawowe metody.

Liofilizacja
Do słoja wkłada się grubą płytę z metalu (np. mosiężną) oraz żel krzemowy. Przykryty słój umieszcza się na 24 godziny w zamrażarce o temperaturze 20°C. Po upływie tego czasu nakłada się kroplę preparatu ze skamieniałościami (roztwór wodny) na cieniutką metalową blaszkę (może być również folia aluminiowa) i układa ją na zamrożoną płytę metalu. Zamknięty słój ponownie umieszcza się na dobę w zamrażarce. Po wyjęciu preparat jest wysuszony i nadaje się do napylenia.

Critical Point Drier EMS 850
Jest to urządzenie służące do dehydratacji okazów wykorzystujące punkt krytyczny wysychania (critical point drying). Jest to punkt przy których przejście ze stanu ciekłego w gazowy nie jest powiązane z jakimikolwiek zmianami fizycznymi (wydzielaniem energii).
Mokry okaz należy wypłukać w wodzie destylowanej, następnie w 30% roztworze acetonu i w 100% acetonie. Tak przygotowany okaz umieszczamy w komorze urządzenia gdzie po schłodzeniu do 5°C aceton jest wypierany przez dwutlenek węgla. Następnie urządzenie ustawia temperaturę na 31°C (punkt krytyczny CO2) i po osiągnięciu odpowiedniego ciśnienia w komorze wysusza okaz.

Przygotowanie okazów

Czyste i suche okazy przykleja się do metalowych stolików z uchwytem odpowiednim do typu mikroskopu. Na górną powierzchnię stolika przytwierdza się obustronny plaster, taśmę, lub stosuje się klej węglowy. Należy pamiętać o tym, by element który chcemy fotografować, nie został pokryty klejem lub nazbyt zagłębił się w plastrze. Odklejenie okazu i ponowne jego przyklejenie jest trudne (do zmiękczenia kleju stosuje się zwykle aceton) i nie zawsze możliwe. Niektóre wieksze i cięższe okazy nie są przyklejane, lecz owijane od dołu w folię aluminiową i kładzione na większe stoliki z górną powierzchnią obrzeżoną barierką. Takie okazy utrzymują się siłą grawitacji na stoliku, należy jednak pamiętać, żeby w czasie pracy na SEM zanadto ich nie przechylać.

Napylanie

Przyklejone okazy należy napylić cieniutką powłoką, która zapobiega elektryzowaniu się jonów metali lekkich (np. Ca2+). Elektrostatyczne naładowanie okazu powoduje zakłócenia w przebiegu wiązki elektronów, co na ekranie przejawia się między innymi świeceniem okazu. Do napylania stosuje się zwykle platynę lub złoto. W specyficznych sytuacjach stosuje się również miedź, aluminium. Do niektórych analiz stosuje się takze węgiel.
Pierwszą czynnością jest nastawienie czasu napylania i natężenia prądu. Przy napylaniu okazów płaskich i/lub znajdujących się w skale ustawiamy czas napylania na 400 sekund a natężenie prądu na 30mA i napylamy jednokrotnie. Jeśli napylamy okazy o wypukłych kształtach, to napylać należy dwa razy w dwóch różnych położeniach (250s i 25mA a potem 200s i 25mA) lub na stoliku obrotowym (w zależności od wielkości okazów).
Stoliki z okazami ustawiamy wówczas w napylarce, zamykamy klapę, otwieramy dopływ argonu na butli i włączamy napylarkę. Następnie czekamy do momentu, kiedy próżnia w napylarce osiągnie 10-2 mBar, po czym trzykrotnie włączamy i wyłączamy napylarkę (tzw. przewietrzanie). Jeśli ciśnienie dalej utrzymuje się na odpowiednim poziomie, włączamy przycisk Start. Ciśnienie w komorze napylania powinno wtedy wzrosnąć do 5 × 10-2 mBar. Jeśli jest inne to stabilizujemy je używając pokrętła Argon. Po upływie zadanego czasu napylania wyłączamy napylarkę i po kilku sekundach odcinamy dopływ argonu na butli. Wtedy możemy otworzyć komorę i wyjąć stoliki.

Praca na SEM typu Philips XL 20

Pierwszą czynnością którą należy wykonać przed podjęciem pracy na mikroskopie jest włączenie przycisku high tension. Następnie należy wywentylować komorę próżniową używając przycisku vent i po około minucie otworzyć komorę (jeśli daje się swobodnie otworzyć). W otworku w centrum komory należy umieścić nóżkę stolika i zamknąć komorę. Czas otwarcia komory powinien być jak najkrótszy. Zamkniętną komorę próżniujemy naciskając przycisk pump. Kiedy pojawi się komunikat Vacuum OK, możemy włączyć katodę (przycisk). Po osiągnięciu odpowiedniego napięcia na ekranie monitora pojawi się obraz.
Do manipulacji stolikiem służą pokrętła umieszczone na pokrywie komory próżniowej. Dają one możliwość manipulacji w osiach x y z i ruchu po okręgu. Dźwignia na pokrywie komory służy do pochylania stolika w zakresie -15-90°. Pozostałe czynności wykonujemy za pomocą programu komputerowego XL Control. Na ekranie monitora możemy obserwować dwa podstawowe rodzaje obrazów: obraz telewizyjny i tzw. slow scan. Na obrazie telewizyjnym ustawia się okaz w pożądanym położeniu i powiększeniu natomiast na slow scanie regulujemy ostrość, kontrast i jasność. Przy uaktywnionym slow scanie dokonujemy również zapisu obrazu. Przechodzenie z obrazu telewizyjnego na slow scan i odwrotnie uzyskuje się za pomocą klawisza F8. Za pomocą klawisza + i - możemy powiększać i pomniejszać obszar widzenia. Za pomocą pasków Contrast i Brightness ustawiamy kontrast i jasność. Właściwy kontrast i jasność jest wtedy, gdy na wykresie wywołanym przyciskiem F3 wartości krzywej nie przekraczają górnej i dolnej linii przerywanej.
Ostrość ustawiamy naciskając prawy przycisk myszy i trzymając go przesuwamy myszą w lewo lub prawo aż do osiągnięcia pożądanej ostrości.

Metody zapisu danych

Po uzyskaniu odpowiedniej ostrości, kontrastu i jasności możemy przystąpić do zapisu danych. Stosuje się dwie metody zapisu obrazu fotograficznego analogową (na kliszy fotograficznej) i cyfrową (na pliku).

Do zapisu analogowego zwykle wybieramy Stand def z menu Filters. Następnie naciąga się kliszę na przystawce fotograficznej, wciska przycisk migawki i z menu In/Out wybiera Photo. Po zniknięciu okna zapisu zwolnić przycisk migawki i można przystąpić do następnego zdjęcia. Do zapisu zdjęć z SEM stosuje się zwykle czarno-białą błonę fotograczną o czułości 400 ISO.